Антимикробная активность специализированных метаболитов почвенных стрептомицетов-хитинолитиков

Аннотация

Из горно-лесных серых, темно-серых лесных почв и чернозема типичного было выделено сто пятьдесят штаммов стрептомицетов. Выделенные штаммы проанализированы на антимикробную активность на питательных средах и в серой лесной почве in Vitro против двадцати трех коллекционных патогенных тест-культур грибов и бактерий. Четыре биологически активных изолята с широким спектром действия были идентифицированы и депонированы во Всероссийской коллекции промышленных микроорганизмов Национально-исследовательского центра «Курчатовский институт» под номерами Streptomyces xiamenensis TB ВКПМ Ас-2204, Streptomyces anulatus TG ВКПМ Ас-2203, Streptomyces sindenensis TK ВКПМ Ас-2205, Streptomyces flavovirens TT ВКПМ АС-2202. Исследование влияния предпосевной обработки семян пшеницы 15-суточными культуральными жидкостями штаммов S. xiamenensis TB ВКПМ Ас-2204, S. anulatus TG ВКПМ Ас-2203, S. sindenensis TK ВКПМ Ас-2205 на показатели всхожести и зараженность инфекцией F. graminearum выявило, что они ингибировали рост патогенного гриба, улучшали показатели энергии прорастания и всхожести пшеницы. Полученные штаммы почвенных актиномицетов могут быть использованы в биотехнологии при создании новых биоинокулянтов для борьбы с фитопатогенными бактериями и грибами, стимулирования роста растений, биоремедиации почв при экологическом земледелии.
Методом ВЭЖХ идентифицированы специализированные антимикробные метаболиты моноспоровых суспензий штаммов, такие как антибиотики N-Butylbenzenesulfonamide, 1-(1H-Benzo[d]imidazol-2-yl)ethan-1-ol, 2-[(3S)-1-(Cyclohexylmethyl)-3-pyrrolidinyl]-1H-benzimidazole-5-carbonitrile, Cyclo(leucylprolyl), Cyclo(phenylalanyl-prolyl), антисептики Cetrimonium и Carvone, фитогормон Indole-3-acetic acid.
Наблюдение за динамикой развития интродуцируемых исследуемых актинобактерий в почвенных образцах показало высокую активность стрептомицетов, использующих хитин. Анализ разнообразия прокариотного комплекса исследуемых образцов почв методом высокопроизводительного секвенирования консервативного участка гена 16S рРНК выявил при интродукции S. xiamenensis TB ВКПМ Ас-2204 его контролирующую роль микробного сообщества за счет антибиотикообразующей активности.

Литература

1.               Варламов В.П., Ильина А.В., Шагдарова Б.Ц. и др. Хитин/хитозан и его производные: фундаментальные и прикладные аспекты // Успехи биологической химии. 2020. Т. 60.

2.               Зенова Г.М. Почвенные актиномицеты редких родов. М., 2000.

3.               Новикова И.И. Биологическое обоснование создания и применения полифункциональных биопрепаратов на основе микробов-антагонистов для фитосанитарной оптимизации агроэкосистем: Дис. … д-ра. биол. наук. СПб., 2005.

4.               Манучарова Н.А., Власенко А.Н., Белова Э.В. и др. Методические аспекты определения использования хитина почвенными микроорганизмами // Известия РАН. Сер. Биол. 2008. № 5.

5.               МУК 4.2.3695-21. 4.2. Методы контроля. Биологические и микробиологические факторы. Методы микробиологического контроля почвы. Методические указания утв. Роспотребнадзором 02.06.2021.

6.               Сизенцов А.Н. Методы определения антибиотикопродуктивности и антибиотикорезистентности: Методические указания к лабораторному практикуму. Оренбург, 2009.

7.               Amann R.I., Binder B.J., Olson R.J. et al. Combination of 16S rRNA-Targeted Oligonucleotide Probes with Flow Cytometry for Analyzing Mixed Microbial Populations // Appl. Environ. Microbiol. 1990. Vol. 56. https://doi.org/10.1128/aem.56.6.1919-1925

8.               Andrzejewska M., Yepez-Mulia L., Tapia A. et al. Synthesis, and antiprotozoal and antibacterial activities of S-substituted 4,6-dibromo- and 4,6-dichloro-2-mercaptobenzimidazoles // Eur. J. Pharm Sci. 2004. Feb; 21(2-3):323-9. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2003.10.024

9.               Bai Y., Eijsink V.G., Kielak A.M. et al. Genomic comparison of chitinolytic enzyme systems from terrestrial and aquatic bacteria // Environmental Microbiology. 2016. Vol. 18.

10.            Baier F., Copp J.N., Tokuriki N. Evolution of enzyme superfamilies: comprehensive exploration of sequence−function relationships // Biochemistry. 2016. Vol. 55.

11.            Berdy J. Bioactive Microbial Metabolites // J. Antibiot. 2005. Vol. 58, № 1.

12.            Chen C., Ye Y., Wang R. et al. Streptomyces nigra sp. nov. Is a Novel Actinobacterium Isolated From Mangrove Soil and Exerts a Potent Antitumor Activity in Vitro // Front Microbiol. 2018, Jul 18; Vol. 9:1587. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01587

13.            De Simeis D., Serra S. Actinomycetes: A Never-Ending Source of Bioactive Compounds — An Overview on Antibiotics Production // Antibiotics. 2021. Vol. 10, 483. https://doi.org/10.3390/antibiotics10050483

14.            Hamaki T., Suzuki M., Fudou R. et al. Isolation of novel bacteria and actinomycetes using soil-extra agar medium // Journal of bioscience and bioengineering. 2005. Vol. 99, № 5.

15.            Kim К.К., Kanga J.G., Moonc S.S. et al. Isolation and Identification of Antifungal 7V-Butylbenzenesulphonamide Produced by Pseudomonas sp. AB2 // The journal of antibiotics. 2000. https://doi.org/10.7164/antibiotics.53.131

16.            Kwak M.-K., Liu R., Kim M.-K. et al. Cyclic dipeptides from lactic acid bacteria inhibit the proliferation of pathogenic fungi // J. Microbiol. 2014. Vol. 52. http://dx.doi.org/10.1007/s12275-014-3520-7

17.            Li H., Liu L., Zhang S. et al. Identification of antifungal compounds produced by Lactobacillus casei AST18. // Curr. Microbiol. 2012. Vol. 65. http://dx.doi.org/10.1007/s00284-012-0135-2

18.            Liang H., Zhou G., Ge Y. et al. Elucidating the inhibition of peptidoglycan biosynthesis in Staphylococcus aureus by albocycline, a macrolactone isolated from Streptomyces maizeus // Bioorg. Med. Chem. 2018, Jul 23. http://dx.doi.org/10.1016/j.bmc.2018.05.017

19.            Managamuri U., Vijayalakshmi M., Ganduri VSRK et al. Isolation, identification, optimization, and metabolite profiling of Streptomyces sparsus VSM-30 // 3 Biotech. 2017. № 7(3). https://doi.org/10.1007/s13205-017-0835-1

20.            Manucharova N.A., Ksenofontova N.A., Karimov T.D. et al. Changes in the Phylogenetic Structure of the Metabolically Active Prokaryotic Soil Complex Induced by Oil Pollution // Microbiology. 2020. Vol. 89. https://doi.org/10.1134/S0026261720020083

21.            Rhee K.-H. Purification and identification of an antifungal agent from Streptomyces sp. KH-614 antagonistic to rice blast fungus, Pyricularia oryzae // J. Microbiol. Biotechnol. 2003. Vol. 13.

22.            Tahlan S., Kumar S., Narasimhan B.Antimicrobial potential of 1 H-benzo[d]imidazole scafold: a review // BMC Chemistry. 2019. https://doi.org/10.1186/s13065-019-0521-y

23.            Kitano T.I., de Figueiredo R.I.A., Lacava P.T. The Potential Use of Actinomycetes as Microbial Inoculants and Biopesticides in Agriculture // Soil Sci. 2022. 2:833181. https://doi.org/10.3389/fsoil.2022.833181

24.            Takamatsu S., Kim Y.P., Hayashi M. et al. A new inhibitor of melanogenesis, albocycline K3, produced by Streptomyces sp. OH-3984 // J. Antibiot (Tokyo). 1996. https://doi.org/10.7164/antibiotics.49.485. PMID: 8682726

25.            Kim Y.J., Kim J.-H., Rho J.-Y. Antifungal Activities of Streptomyces blastmyceticus Strain 12-6 Against Plant Pathogenic Fungi // Mycobiology. 2019. Vol. 47, № 3.