Structure of the procaryotic complex in plant and soil substrates of eutrophic swamp

Abstract

The article presents the results of the research of the prokaryotic complex associated with plants in blackalder-meadowsweeteutrophic swamp (Zapadnodvinskiy District, Tver Region). The phylloplane (leaves, stems), rhizoplane (roots), and rhizosphere soil of six plants, namely Calla palūstris L., Filipendula ulmaria (L.) Maxim., Carex cespitosa L., Urtica dioica L., Athyrium filix-femina (L.) Roth ex Mert.and Scirpus sylvaticus L., were analyzed. The abundance of unicellular and mycelial bacteria in plant and soil substrates was determined by luminescent microscopy and culture method. The taxonomic composition of cultured bacteria was assessed on the basis of phenotypic characteristics and the results of 16S rRNA nucleotide sequence analysis. It was found that the dimensionless universal characteristic of prokaryotic communities — the K index (the ratio of bacteria counts based on microscopy and culture data) —and the alpha diversity index (the Shannon index)— increase in the order phylloplan<rhizoplan< rhizosphere soil. Representatives of 4 phyla, 23 genera, and 63 species of cultivated bacteria, 27 of which are mycelial. were isolated and diagnosed from the analyzed substrates. It was determined that Carexmicroloci were characterized by maximum abundance and diversity of bacteria. Filipendulamicroloci are promising targets for the isolation of streptomycetes with antagonistic potential against phytopathogenic fungi that cause various diseases in agricultural plants. It was shown that rhizosphere soil under plants in blackalder-meadowsweeteutrophic swamps is a substrate for the isolation of bacteria of the genus Stenotrophomonas, which are used as effective bioinoculants to stimulate plant growth and as microbiological agents for biocontrol.

References

1.    Ганнибал Ф.Б.Мелкоспоровые виды рода Alternaria на злаках // Микология и фитопатология. 2004. Т. 38,вып. 3.С. 19–28.
2.    Гаузе Г.Ф., Преображенская Т.П., Свешникова М.А. и др. Определитель актиномицетов. Роды Sreptomyces, Streptoverticillium, Chainia. М., 1983. 248 с.
3.    Головченко А.В., Полянская Л.М., Добровольская Т.Г. и др. Особенности пространственного распределения и структуры микробных комплексов болотно-лесных экосистем // Почвоведение. 1993. № 10. С. 78–89.
4.    Головченко А.В., Харлак А.Л., Глухова Т.В. Оценка микробного пула растений верховых болот // Вестн. Томск. ун-та. Биология. 2018. № 43.C. 25–43.
5.    Головченко А.В., Дмитриенко Ю.Д., Добровольская Т.Г. и др. Численность, таксономическая структура и активность бактериальных комплексов низинных торфяников Томской области // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 2020. № 4.С. 43–51. https://doi.org/10.3103/S0147687420040031
6.    Григорян Л.Н., Батаева Ю.В. Экологические особенности и биотехнологические возможности почвенных актинобактерий (обзор) // Теорeтическая и прикладная экология. 2023. № 2. С. 6–19. https://doi.org/10.25750/1995-4301-2023-2-006-019
7.    Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Лысак Л.В. и др. Методы оценки численности и разнообразия бактериальных и актиномицетных комплексов торфяных почв // Физикохимия и биология торфа: учебное пособие. Томск, 2010. 100 с.
8.    Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Кухаренко О.С. и др. Структура микробных сообществ верховых и низинных торфяников Томской области // Почвоведение. 2012. № 3.С. 317–326. https://doi.org/10.1134/S1064229312030039
9.    Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Юрченко Е.Н. и др. Структура бактериальных сообществ основных типов растений верхового болота // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 2019а. № 1. С. 42–46. https://doi.org/10.3103/S0147687419010046
10.    Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Юрченко Е.Н. и др. Численность, таксономическая структура и функции бактериальных комплексов вересковых растений верховых болот // Микробиология. 2019б. Т. 88, № 5. С. 596–604. https://doi.org/10.1134/S0026261719050060
11.    Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Лысак Л.В. и др. Таксономическая структура бактериальных сообществ ризосферной почвы под растениями верховых болот // Вестн. Моск. ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 2020. № 2. С. 45–54. https://doi.org/10.3103/S0147687420020039
12.    Кожевин П.А. Микробные популяции в природе. М., 1989. 175 с.
13.    Лысак Л.В., Лихачева А.А., Алферова И.В. Методы выделения и изучения почвенных актиномицетов, продуцентов антибиотиков. М., 2005. 80 c.
14.    Мегарран Э. Экологическое разнообразие и его измерение. М., 1992. 181 с.
15.    Методы почвенной биохимии и микробиологии. М., 1991. 304 с.
16.    Мигловец М.Н., Загирова C.B., Михайлов O.A. Эмиссия метана в растительных сообществах мезоолиготрофного болота средней тайги // Теоретическая и прикладная экология. 2014. № 1.С. 93–98.
17.    Мир растений. Грибы. М., 1991. С. 379–380.
18.    Мировая реферативная база почвенных ресурсов. Международная система почвенной классификации для диагностики почв и составления легенд почвенных карт. 4-е издание. М., 2024. С. 102.
19.    Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование. Л., 1987. 328 с.
20.    Сазанова К.Н., Шарипова С.Х., Рыжов В.М. и др. Антимикробная активность извлечений из цветков лабазников вязолистного и шестилепестного // Фармация. 2018. Т. 67, № 6. С. 46–51.https://doi.org/10.29296/25419218-2018-06-09
21.    Семенов М.В., Никитин Д.А., Степанов А.Л. и др. Структура бактериальных и грибных сообществ ризосферного и внекорневого локусов серой лесной почвы // Почвоведение. 2019. № 3. С. 355–369. https://doi.org/10.1134/S0032180X19010131
22.    Соколов Н.С., Шарипова С.Х., Сазанова К.Н. и др. Сравнительная антимикробная активность водных извлечений из надземных органов лабазника вязолистного (Filipendulaulmaria (L.) Maxim.) и лабазника шестилепестного (FilipendulahexapetalaGilib.) // Аспирантский вестник Поволжья. 2022. Т. 22, № 4. C. 63–68.https://doi.org/10.55531/2072-2354.2022.22.4.63-68
23.    Тец В.В.Пангеном // Цитология. 2003. Т. 45, № 5. С. 526–531.
24.    Широких И.Г., Широких А.А., Ашихмина Т.Я. Оценка антагонистического потенциала и антибиотической устойчивости актиномицетов, выделенных из двух желтоземов юго-восточного Китая // Почвоведение. 2018. № 7. С. 859–867. https://doi.org/10.1134/10.1134/1064229319100132
25.    Шишов Л.Л., Тонконогов В.Д., Лебедева И.И. и др. Классификация и диагностика почв России. Смоленск, 2004. 342 с.
26.    Щербаков А.В., Брагина А.В., Кузьмина В.Ю. и др. Эндофитные бактерии сфагновых мхов как перспективные объекты сельскохозяйственной микробиологии // Микробиология. 2013. Т. 82, № 3. С. 312–322.https://doi.org/10.7868/S0026365613030130
27.    Якуткин В.И. Болезни подсолнечника в России и борьба с ними // Приложение к журналу «Защита и карантин растений». 2011. № 3. 22 c.
28.    Albino U., Saridakis D.P. Ferreira M.C. et al.High diversity of diazotrophic bacteria associated with the carnivorous plant Droseravillosa var. villosa growing in oligotrophic habitats in Brazil // Plant Soil. 2006. Vol. 287. P. 199–207. https://doi.org/10.1007/s11104-006-9066-7
29.    Bringel F., Couée I. Pivotal roles of phyllosphere microorganisms at the interface between plant functioning and atmospheric trace gas dynamics // Frontiers in Microbiology. 2015. Vol. 6. P. 2–7.https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00486
30.    Dake X.U., Xiuying XI.A, Na X.U. et al.Isolation and identification of a novel endophytic bacterial strain with antifungal activity from the wild blueberry Vaccinium uliginosum // Annals of Microbiology. 2007. Vol. 57, № 4. P. 673–676. https://doi.org/10.1007/BF03175372
31.    Mason C.J., Zeldin E.L., Currie C.R.et al. Populations of uncultivated American cranberry in sphagnum bog communities harbor novel assemblages of Actinobacteria with antifungal properties // Botany. 2014. Vol. 92. P. 589–595.https://doi.org/ 10.1139/cjb-2014-0025
32.    Raaijmakers J.M., Paulitz T.C., Steinberg C.et al.The rhizosphere: a playground and battlefield for soilborne pathogens and beneficial microorganisms // Plant and Soil. 2009. Vol. 321. P. 341–361. https://doi.org/10.1007/s11104-008-9568-6
33.    Rubella S., Goswami R.S., Kistler H.C. et al.Heading for disaster: Fusarium graminearum on cereal crop // Molecular Plant Pathology. 2004. № 5. P.515–525. https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2004.00252.x
34.    Ryan R.P., Monchy S., Cardinale M. et al. The versatility and adaptation of bacteria from the genus Stenotrophomonas // Nat. Rev. Microbiol. 2009. Vol. 7.P. 514–525.https://doi.org/10.1038/nrmicro2163
35.    Saito A., Ikeda S., Ezura H. et al. Microbial community analysis of the phytosphereusing culture-independent methodologies // Microbes Inviron. 2007. Vol. 22, № 2. P. 93–105.https://doi.org/10.1264/jsme2.22.93
36.    Stępniewska Z., Goraj W., Kuźniar A.et al. Enrichment culture and identification of endophytic methanotrophs isolated from peatland plants // Folia Microbiol. 2017. Vol. 62. P. 381–391. https://doi.org/10.1007/s12223-017-0508-9
37.    Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. Improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1994. Vol. 22, № 22. P. 4673–4680.https://doi.org/10.1093/nar/22.22.4673
38.    Timofeeva A.M., Galyamova M.R., Sedykh S.E. Plant growth-promoting soil bacteria: nitrogen fixation, phosphate solubilization, siderophore production, and other biological activities // Plants. 2023. Vol. 12.P. 4074. https://doi.org/10.3390/plants12244074
39.    Ulrich K., Kube M., Becker R. et al. Genomic analysis of the endophytic Stenotrophomonas strain 169 reveals features related to plant-growth promotion and stress tolerance // Frontiers in Microbiology. 2021. Vol. 12. P. 687463. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.687463
40.    Yurgel S.N., Douglas G.M., Dusault A.et al. Dissection community structure in wild blueberry root and soil // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9. P. 1187. P. 1–14. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01187